Неонатальная терапевтическая гипотермия: как она работает?
РезюмеГипоксически-ишемическая энцефалопатия (ГИЭ) остается одной из самых актуальных проблем неонатологии ввиду высокой распространенности ее последствий в виде летальности и инвалидизации детей. Развивающееся спустя несколько часов вторичное повреждение головного мозга с активацией глутаматного и кальциевого стресса, свободнорадикального повреждения, асептического воспалительного процесса, а также активация апоптоза усиливают церебральное повреждение. Одна из перспективных методик, позволяющих снизить риск неблагоприятных последствий ГИЭ, - терапевтическая гипотермия. В статье описываются основные патогенетические механизмы вторичного нейронального повреждения и влияние гипотермии на их течение. Обосновывается выбор оптимального режима проведения гипотермии: начало в первые 6 ч жизни, глубина 33-34 °С и длительность 72 ч. Выбор наилучшей методики (общей или краниоцеребральной) остается дискуссионным вопросом ввиду отсутствия исследований, сравнивающих их напрямую. Проведенные клинические исследования и системные обзоры подтверждают эффективность церебропротекторного действия гипотермии после перенесенного гипоксическиишемического повреждения.
Ключевые слова:гипоксически-ишемическая энцефалопатия, терапевтическая гипотермия
Неонатология: новости, мнения, обучение. 2016. № 1. С. 49-54.
Гипоксически-ишемическая энцефалопатия (ГИЭ) - состояние, характеризуемое повреждением головного мозга у новорожденных, вызванное перенесенной интранатальной асфиксией. Несмотря на совершенствование неонатальной медицинской помощи, сопровождаемое снижением частоты ГИЭ, данная проблема сохраняет свою высокую медико-социальную значимость. Это требует внедрения новых методик лечения, направленных на снижение смертности и инвалидизации после данного состояния. Одной из таких методик может быть церебропротекция - защита тканей головного мозга от воздействия повреждающего фактора или его последствий.
В патогенезе ГИЭ выделяют фазы первичного и вторичного повреждения нервной ткани. Первичное повреждение развивается в момент воздействия асфиксии и характеризуется необратимой гибелью клеток головного мозга, объем которой зависит от глубины и длительности гипоксии. Вторичное (отсроченное) повреждение [1, 2] активизируется в фазу реоксигенации-реперфузии спустя 2-12 ч после первичного повреждения и вызывается активизацией ряда патогенетических механизмов, приводящих к гибели уцелевших тканей мозга, увеличению объема нейронального повреждения и ухудшению прогноза для жизни и здоровья.
Механизмы вторичного повреждения нейрональной ткани
1. Гипоксия и энергодефицит.
2. Глутамино-кальциевый стресс.
3. Цитокиновая активность.
4. Свободнорадикальное повреждение.
5. Активация апоптоза.
Церебропротекция направлена на блокирование патологических процессов вторичного нейронального повреждения и улучшение исхода заболевания.
Механизмы нейронального повреждения при ГИЭ
Гипоксия и энергодефицит
Гипоксическое повреждение заключается в снижении поступления кислорода в мозговую ткань с резким снижением синтеза высокоэнергетических фосфатов, в частности АТФ. Для сохранения синтеза энергии активируется анаэробный путь гликолиза, но ввиду 19-кратно меньшей энергоэффективности быстро развивается внутриклеточный энергодефицит. Нейроцит в условии энергодефицита не способен обеспечить поддержание нормальной работы К+/Na+-АТФазы с развитием гипернатригистии, набуханием и гибелью нейроцитов и глиальных элементов. На фоне развившегося отека головного мозга происходит снижение церебрального кровотока (вторичная ишемия), усиливающее гипоксию. Нейрональная ткань частично компенсирует это 10-кратным ускорением анаэробного гликолиза с повышением захвата глюкозы, синтеза лактата и развитием внутриклеточного ацидоза, критические значения которого также ведут к клеточной гибели [3].
Глютаминовый стресс
В условии гипоксического стресса, а также при гибели нейроцитов происходит массивное выделение возбуждающих нейромедиаторов, в частности аминокислоты глутамата с повышением его концентрации во внеклеточной среде. При этом ситуация усугубляется нарушением АТФ-зависимого обратного захвата глутамата. В сером веществе головного мозга источником глуматата являются нейроциты, в белом веществе - олигодендроциты и аксоны [4], астроциты [5], а также, возможно, микроглия [6]. При высвобождении глутамат активирует специфические рецепторы, в частности NMDA и AMPA, действующие как ионные каналы. NMDAрецептор при возбуждении функционирует как кальциевый канал, AMPA - как натриевый, но вследствие незрелости субъединицы GluR2 у новорожденных он проницаем и для ионов кальция [7]. В незрелом мозге экспрессия рецепторов NMDA и AMPA выше, чем у взрослых, что обусловливает более высокую чувствительность головного мозга новорожденного к высвобождению глутамата [7, 8]. Ряд работ также предполагает повышенную экспрессию глутаматных рецепторов в коре головного мозга, гиппокампе, базальных ганглиях, таламусе, а также в некоторых стволовых ядрах незрелого мозга человека, что обусловливает региональную чувствительность этих структур к перенесенной гипоксии-ишемии [7, 9, 10]. Механизм глутамин-опосредованной нейрональной гибели заключается в стойкой активации рецепторов NMDA и AMPA с нарушением натриевого градиента и последующим лизисом (первичное повреждение), а также с нарушением кальциевого градиента, накоплением внутриклеточного кальция и запуском кальциевого стресса (вторичное, отсроченное повреждение).
Кальциевый стресс
Глутамат-ассоциированная активизация кальциевых каналов и энергодефицит с нарушением работы АТФ-зависимых кальциевых каналов, поддерживающих мембранный кальциевый градиент, ведут к массивному поступлению кальция в нейрональные клетки [11]. Неблагоприятное действие кальция опосредовано активацией кальцийзависимых ферментных систем, в результате которой происходит разрушение фосфолипидов мембран клетки, белковых структур, ДНК и РНК, а также разобщение окислительного фосфорилирования, что вкупе приводит к гибели клетки [11].
Цитокиновый стресс
Вследствие воздействия гипоксии-ишемии в ткани головного мозга развивается асептическое воспаление, сопровождаемое активацией микроглии в нейрональной ткани [12] и нейтрофилов в сосудах головного мозга [13]. На моделях крыс максимальное накопление микроглии выявлено в период 4-8 ч после реперфузии, причем у взрослых животных выявлена меньшая инфильтрация ткани головного мозга [14]. Следствие этой активации - выделение ряда нейротоксичных факторов (цитокины, NO, кислородные свободнорадикальные частицы) в первые 4-8 ч после перенесенной гипоксии-ишемии, потенцирующих нейрональное повреждение.
Свободнорадикальное повреждение
В условиях гипоксии-ишемии нарушается работа митохондриальной электрон-транспортной системы и в стадию реоксигенации-реперфузии начинает образовываться большое количество кислородных свободнорадикальных частиц с последующим выделением промежуточных продуктов, в частности супероксид-аниона [3]. Также источником свободнорадикальных частиц являются активированные клетки иммунной системы. Лавинообразный синтез свободных радикалов приводит к повреждению клеточных структур (липиды, белки, ДНК) и к гибели клетки по некротическому или апоптозному пути. В ответ на оксидативный стресс в зрелом головном мозге активируется ферментная защитная система, нейтрализующая кислородные свободнорадикальные частицы: супероксид-дисмутаза, каталаза и глутатионпероксидаза [15]. Незрелая мозговая ткань менее устойчива к воздействию свободных радикалов [8] вследствие незрелости каталазы и глутатионпероксидазы, а также снижения их активации [16], богатого содержания полиненасыщенных жирных кислот и более высокой по сравнению со зрелой мозговой тканью концентрации свободного железа [17].
Еще один источник свободных радикалов - оксид азота (NO), в норме являющийся важным сигнальным агентом и нейротрансмиттером [18]. В условиях гипоксии-ишемии происходит увеличение экспрессии эндотелиальной (eNOS) и нейрональной (nNOS) NO-синтазы. В поздний период гипоксии-ишемии-реперфузии происходит активация третьей формы (индуцируемой) NO-синтазы (iNOS) [18]. В первые минуты и часы воздействия массивно синтезируемый оксид азота обладает положительным эффектом, в первую очередь за счет вазодилатации и улучшения церебральной микроциркуляции [19], а также, возможно, за счет нитролизации и ингибирования NMDA-каналов [20]. Отрицательный эффект проявляется в фазу реперфузииреоксигенации, когда оксид азота взаимодействует с супероксид-анионом (О2-) с образованием пероксинитрита, токсичной реактивной азотной частицы (ONOO-), вызывающей повреждение мембран, ингибирование цитохромоксидазы [21] и нейрональную гибель (некроз). Кроме того, оксид азота обладает генотоксичностью, вызывая активацию апоптоза [22].
Активация апоптоза
Апоптоз - одна из форм программированной гибели клетки, возникает вследствие активации специфических генов и синтеза продуктов их транскрипции. В отличие от некроза, апоптоз характеризуется отсутствием лизиса мембран, сморщиванием клетки и всех ее органелл, концентрацией хроматина. Сморщенная, погибшая клетка, подвергнутая апоптозу, быстро подвергается фагоцитозу, внутриклеточные компоненты не попадают в окружающий интерстиций, не развивается воспалительного ответа. Время гибели, в отличие от некроза, варьирует от нескольких часов до нескольких дней после воздействия неблагоприятного фактора, являясь отсроченной формой гибели. Как и некроз, апоптоз встречается практически во всех областях ЦНС - в кортикальных нейронах и базальных ядрах, нейронах понтосубикулярной области, премиелинизирующих олигодендроцитах [23], нейронах мозжечка, спинного мозга [3]. В ряде исследований, проведенных in vivo и in vitro, выявлена большая предрасположенность незрелой ткани к апоптозной модели нейрональной гибели, при созревании же модель нейрональной гибели смещается от апоптоза к некрозу [24].
Инициаторами апоптоза служат активные формы кислорода [25], оксид азота [23], глутамат-кальциевый стресс [26]. Центральную роль в механизме апоптоза играет ряд цистеиновых ферментов, носящих название "каспазы", которые являются маркерами активации апоптоза [26].
Церебропротекция
Церебропротекция теоретически может быть достигнута путем воздействия на перечисленные выше патологические процессы либо медикаментозно, либо посредством гипотермии. Сложность медикаментозного блокирования нейронального повреждения заключается в том, что все перечисленные выше патологические процессы работают параллельно друг другу, поэтому попытки блокирования одного из них не приводят к блокированию всего комплекса вторичного повреждения. В настоящее время известно множество потенциальных медикаментозных нейропротекторов, клиническое применение которых ограничивают разнонаправленные результаты экспериментальных данных, отсутствие клинических исследований, а также потенциальные неблагоприятные эффекты, способные усилить нейрональное повреждение [3]. В настоящее время не известен ни один препарат, нейропротекторные свойства которого подтверждены в клинических исследованиях высокого уровня.
Единственный церебропротектор, способный воздействовать на все механизмы повреждения, - терапевтическая управляемая умеренная гипотермия. Экспериментальные работы выявили, что гипотермия способствует снижению метаболических потребностей [27, 28], уменьшению вторичного энергодефицита [2], блокированию высвобождения глутамата [29], блокированию синтеза свободнорадикальных частиц [30], ингибированию воспаления [31] и апоптоза [32].
Известно, что при снижении температуры тела на 1 °С уровень тканевого метаболизма снижается на 5% [27], а уровень потребления кислорода снижается на 5,8% [28]. Также имеются данные о снижении активности цикла Кребса на 30-40% при снижении температуры с 37 до 31,5 °С [33] и повышении уровня тканевого рН на 0,0163 Ед/°С [34].
Нейропротекторное воздействие гипотермии сохраняется при выполнении ряда условий - своевременное ее начало (до начала вторичного нейронального повреждения), оптимальная глубина и длительность этой процедуры.
Время оптимального начала гипотермии было вычислено в серии экспериментальных работ, выявивших феномен вторичного повреждения, время его активации и факт снижения эффективности гипотермии при ее применении в срок более 5,5-6 ч после воздействия гипоксии-ишемии [1, 2, 35, 36].
Выбор глубины гипотермии основан на балансе положительного и отрицательного действия гипотермии и оптимального уровня снижения метаболических потребностей ткани головного мозга. Экспериментальные работы, оценивающие церебропротекторные свойства различной глубины гипотермии [37, 38], а также клинические исследования на взрослых пациентах [39] выявили ее оптимальное значение на уровне 32-34 °С. Это подтверждается также результатами недавней экспериментальной работы, выявившей наименьшее потребление кислорода на уровне температуры 33 °С (0,029±0,008 мкмоль O2/мин/мг), против 25 °С (0,034±0,006 мкмоль O2/мин/мг), 35 °С (0,062±0,020 мкмоль O2/мин/мг) и 37 °С (0,061±0,009 мкмоль O2/мин/мг) [40]. Также имеется клиническое исследование, в котором отмечено, что более глубокая гипотермия (32 °С против 33,5 °С) не приводит к снижению летальности [41].
Выбор длительности проведения гипотермии основан на экспериментальных работах, выявивших 48-72-часовую длительность фазы вторичного нейронального повреждения [35, 36] и обнаруживших факт большей эффективности гипотермии при длительности гипотермии более 24 ч [42]. А проведенное клиническое исследование, не обнаружившее повышение эффективности 120-часовой длительности гипотермии по сравнению с 72-часовой, подтвердило правильность выбора последней [41].
Выбор наилучшего метода охлаждения - селективного (краниоцеребрального) или неселективного (общего) до сих пор является дискуссионным вопросом ввиду отсутствия исследований, сравнивающих напрямую их эффективность и безопасность. Теоретические предпосылки большей безопасности селективной гипотермии, при которой температура ядра на 1 °С выше, чем при проведении общей гипотермии, в настоящее время подтверждения не находят [43]. На основании этого на текущем этапе можно думать об одинаковой эффективности этих методик гипотермии.
Экспериментальные данные эффективности гипотермии подтверждаются результатами проведенных клинических исследований применения гипотермии у новорожденных после перенесенной ГИЭ, выявивших снижение летальности и тяжелых неврологических расстройств в возрасте 18-22 мес [44-49] и 7 лет жизни [50]. Аналогичные данные получены и в системном Кохрановском обзоре, охватившем 11 исследований и 1505 пациентов [43], что свидетельствует о высоком уровне доказательности церебропротекторных свойств данной методики.
Заключение
Воздействие на широкий спектр патологических процессов, таких, как снижение метаболических потребностей, смягчение вторичного внутриклеточного энергодефицита, блокирование глутамат-опосредованного, кальциевого, свободнорадикального механизмов, а также ингибирование апоптоза, обусловливают то уникальное нейропротекторное воздействие гипотермии, достичь которого в настоящее время не удается ни одним фармакологическим агентом.
Успешность гипотермии определяют своевременное начало (ранее 6 ч после перенесенной гипоксии-ишемии), оптимальная глубина (33-34 °С) и длительность гипотермии (не менее 72 ч). Экспериментальные данные эффективности терапевтической гипотермии подтверждены и большим количеством клинических исследований и системных обзоров, на основании которых можно утверждать, что своевременное и адекватное проведение этой методики позволяет существенно снизить летальность и инвалидизацию детей после перенесенной ГИЭ.
Конфликт интересов, источники финансирования: отсутствуют.
ЛИТЕРАТУРА/REFERENCES
1. Lorek A., Takei Y., Cady E.B., Wyatt J.S. et al. Delayed ("secondary") cerebral energy failure after acute hypoxia-ischemia in the newborn piglet: continuous 48-hour studies by phosphorus magnetic resonance spectroscopy. Pediatr Res. 1994; Vol. 3 (6): 699-706.
2. Thoresen M., Penrice J., Lorek A., Cady E.B. et al. Mild hypothermia after severe transient hypoxia-ischemia ameliorates delayed cerebral energy failure in the newborn piglet. Pediatr Res. 1995; Vol. 37(5): 667-70.
3. Volpe J.J. Neurology of Newborn. 5th ed. Philadelphia : W.B. Saunders, 2008: 1120 p.
4. Matute C., Alberdi E., Domercq M., Sanchez-Gomez M.V. et al. Excitotoxic damage to white matter. J Anat. 2007; Vol. 210 (6): 693-702.
5. Wilke S., Thomas R., Allcock N., Fern R. Mechanism of acute ischemic injury of oligodendroglia in early myelinating white matter: the importance of astrocyte injury and glutamate release. J Neuropathol Exp Neurol. 2004; Vol. 63 (8): 872-81.
6. Barger S.W., Basile A.S. Activation of microglia by secreted amyloid precursor protein evokes release of glutamate by cystine exchange and attenuates synaptic function. J Neurochem. 2001; Vol. 76 (3): 846-54.
7. Talos D.M., Follett P.L., Folkerth R.D., Fishman R.E. et al. Developmental regulation of alpha-amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazole-propionic acid receptor subunit expression in forebrain and relationship to regional susceptibility to hypoxic/ischemic injury. II. Human cerebral white matter and cortex. J Comp Neurol. 2006; Vol. 497 (1): 61-77.
8. McQuillen P.S., Ferriero D.M. Selective vulnerability in the developing central nervous system. Pediatr Neurol. 2004; Vol. 30 (4): 227-35.
9. Represa A., Tremblay E., Ben-Ari Y. Transient increase of NMDAbinding sites in human hippocampus during development. Neurosci Lett. 1989; Vol. 99 (1-2): 61-6.
10. Panigrahy A., Rosenberg P.A., Assmann S., Foley E.C., Kinney H.C. Differential expression of glutamate receptor subtypes in human brainstem sites involved in perinatal hypoxia-ischemia. J Comp Neurol. 2000; Vol. 427 (2): 196-208.
11. Siesjo B.K. Calcium in the brain under physiological and pathological conditions. Eur Neurol. 1990; Vol. 30 (suppl. 2): 3-9. Discussion 39-41.
12. McRae A., Gilland E., Bona E., Hagberg H. Microglia activation after neonatal hypoxic-ischemia. Brain Res Dev Brain Res. 1995; Vol. 84 (2): 245-52.
13. Palmer C., Roberts R.L., Young P.I. Timing of neutrophil depletion influences long-term neuroprotection in neonatal rat hypoxic-ischemic brain injury. Pediatr Res. 2004; Vol. 55 (4): 549-56.
14. Ivacko J.A., Sun R., Silverstein F.S. Hypoxic-ischemic brain injury induces an acute microglial reaction in perinatal rats. Pediatr Res. 1996; Vol. 39 (1): 39-47.
15. Ikeda T., Murata Y., Quilligan E.J., Parer J.T. et al. Brain lipid peroxidation and antioxidant levels in fetal lambs 72 hours after asphyxia by partial umbilical cord occlusion. Am J Obstet Gynecol. 1998; Vol. 178 (3): 474-8.
16. Blomgren K., Hagberg H. Free radicals, mitochondria, and hypoxiaischemia in the developing brain. Free Radic Biol Med. 2006; Vol. 40 (3): 388-97.
17. Yu T., Kui L.Q., Ming Q.Z. Effect of asphyxia on non-protein-bound iron and lipid peroxidation in newborn infants. Dev Med Child Neurol. 2003; Vol. 45 (1): 24-7.
18. Guix F.X., Uribesalgo I., Coma M., Munoz F.J. The physiology and pathophysiology of nitric oxide in the brain. Prog Neurobiol. 2005; Vol. 76 (2): 126-52.
19. Ioroi T., Yonetani M., Nakamura H. Effects of hypoxia and reoxygenation on nitric oxide production and cerebral blood flow in developing rat striatum. Pediatr Res. 1998; Vol. 43 (6): 733-7.
20. Lipton S.A., Choi Y.B., Pan Z.H., Lei S.Z. et al. A redox-based mechanism for the neuroprotective and neurodestructive effects of nitric oxide and related nitroso-compounds. Nature. 1993; Vol. 364 (6438): 626-32.
21. Cooper C.E. Competitive, reversible, physiological? Inhibition of mitochondrial cytochrome oxidase by nitric oxide. IUBMB Life. 2003; Vol. 55 (10-11): 591-7.
22. Martin L.J., Chen K., Liu Z. Adult motor neuron apoptosis is mediated by nitric oxide and Fas death receptor linked by DNA damage and p53 activation. J Neurosci. 2005; Vol. 25 (27): 6449-59.
23. Baud O., Li J., Zhang Y., Neve R.L. et al. Nitric oxide-induced cell death in developing oligodendrocytes is associated with mitochondrial dysfunction and apoptosis-inducing factor translocation. Eur J Neurosci. 2004; Vol. 20 (7): 1713-26.
24. Zhu C., Wang X., Xu F., Bahr B.A. et al. The influence of age on apoptotic and other mechanisms of cell death after cerebral hypoxia-ischemia. Cell Death Differ. 2005; Vol. 12 (2): 162-76.
25. Valencia A., Moran J. Reactive oxygen species induce different cell death mechanisms in cultured neurons. Free Radic Biol Med. 2004; Vol. 36 (9): 1112-25.
26. Hirashima Y., Kurimoto M., Nogami K., Endo S. et al. Correlation of glutamate-induced apoptosis with caspase activities in cultured rat cerebral cortical neurons. Brain Res. 1999; Vol. 849 (1-2): 109-18.
27. Laptook A.R., Corbett R.J., Sterett R., Garcia D. et al. Quantitative relationship between brain temperature and energy utilization rate measured in vivo using 31P and 1H magnetic resonance spectroscopy. Pediatr Res. 1995; Vol. 38 (6): 919-25.
28. Williams G.D., Dardzinski B.J., Buckalew A.R., Smith M.B. Modest hypothermia preserves cerebral energy metabolism during hypoxia-ischemia and correlates with brain damage: a 31P nuclear magnetic resonance study in unanesthetized neonatal rats. Pediatr Res. 1997; Vol. 42 (5): 700-8.
29. Bruno V.M., Goldberg M.P., Dugan L.L., Giffard R.G. et al. Neuroprotective effect of hypothermia in cortical cultures exposed to oxygenglucose deprivation or excitatory amino acids. J Neurochem. 1994; Vol. 63 (4): 1398-406.
30. Kil H.Y., Zhang J., Piantadosi C.A. Brain temperature alters hydroxyl radical production during cerebral ischemia/reperfusion in rats. J Cereb Blood Flow Metab. 1996; Vol. 16 (1): 100-6.
31. Goss J.R., Styren S.D., Miller P.D., Kochanek P.M. et al. Hypothermia attenuates the normal increase in interleukin 1 beta RNA and nerve growth factor following traumatic brain injury in the rat. J Neurotrauma. 1995; Vol. 12 (2): 159-67.
32. Fukuda H., Tomimatsu T., Watanabe N., Mu J.W. et al. Post-ischemic hypothermia blocks caspase-3 activation in the newborn rat brain after hypoxia-ischemia. Brain Res. 2001; Vol. 910 (1-2): 187-91.
33. Hagerdal M., Harp J., Siesjo B.K. Effect of hypothermia upon organic phosphates, glycolytic metabolites, citric acid cycle intermediates and associated amino acids in rat cerebral cortex. J Neurochem. 1975; Vol. 24 (4): 743-8.
34. Swain J.A., McDonald T.J. Jr, Robbins R.C., Balaban R.S. Relationship of cerebral and myocardial intracellular pH to blood pH during hypothermia. Am J Physiol. 1991; Vol. 260 (5, Pt 2): H1640-4.
35. Gunn A.J., Gunn T.R., Gunning M.I., Williams C.E. et al. Neuroprotection with prolonged head cooling started before postischemic seizures in fetal sheep. Pediatrics. 1998; Vol. 102 (5): 1098-106.
36. Gunn A.J., Bennet L., Gunning M.I., Gluckman P.D. et al. Cerebral hypothermia is not neuroprotective when started after postischemic seizures in fetal sheep. Pediatr Res. 1999; Vol. 46 (3): 274-80.
37. Weinrauch V., Safar P., Tisherman S., Kuboyama K. et al. Beneficial effect of mild hypothermia and detrimental effect of deep hypothermia after cardiac arrest in dogs. Stroke. 1992; Vol. 23 (10): 1454-62.
38. Colbourne F., Auer R.N., Sutherland G.R. Characterization of postischemic behavioral deficits in gerbils with and without hypothermic neuroprotection. Brain Res. 1998; Vol. 803 (1-2): 69-78.
39. Hypothermia after Cardiac Arrest Study Group. Mild therapeutic hypothermia to improve the neurologic outcome after cardiac arrest. N Engl J Med. 2002; Vol. 346 (8): 549-56. Erratum in: N Engl J Med. 2002; Vol. 346 (22): 1756.
40. Al Zaabi A., Rahmani A.Y., Souid A. Optimal temperature for wholebody hypothermia in the newborn: an in vitro study using foreskin mitochondrial oxygen consumption. J Neonatal Perinatal Med. 2014; Vol. 7 (3): 179-83.
41. Shankaran S., Laptook A.R., Pappas A., McDonald S.A. et al. Eunice Kennedy Shriver National Institute of Child Health and Human Development Neonatal Research Network. Effect of depth and duration of cooling on deaths in the NICU among neonates with hypoxic ischemic encephalopathy: a randomized clinical trial. JAMA. 2014; Vol. 312 (24): 2629-539.
42. Sirimanne E.S., Blumberg R.M., Bossano D., Gunning M. et al. The effect of prolonged modification of cerebral temperature on outcome after hypoxic-ischemic brain injury in the infant rat. Pediatr Res. 1996; Vol. 39 (4, Pt 1): 591-7.
43. Jacobs S.E., Berg M., Hunt R., Tarnow-Mordi W.O. et al. Cooling for newborns with hypoxic ischaemic encephalopathy. Cochrane Database Syst Rev. 2013; Is. 1: CD003311.
44. Gluckman P.D., Wyatt J.S., Azzopardi D., Ballard R. et al. Selective head cooling with mild systemic hypothermia after neonatal encephalopathy: multicentre randomized trial. Lancet. 2005; Vol. 365 (9460): 663-70.
45. Shankaran S., Laptook A.R., Ehrenkranz R.A., Tyson J.E. et al. National Institute of Child Health and Human Development Neonatal Research Network. Whole-body hypothermia for neonates with hypoxic-ischemic encephalopathy. N Engl J Med. 2005; Vol. 353 (15): 1574-84.
46. Azzopardi D.V., Strohm B., Edwards A.D. et al. TOBY Study Group. Moderate hypothermia to treat perinatal asphyxial encephalopathy. N Engl J Med. 2009; Vol. 361 (14): 1349-58.
47. Zhou W.H., Cheng G.Q., Shao X.M., Liu X.Z. et al. China Study Group. Selective head cooling with mild systemic hypothermia after neonatal hypoxicischemic encephalopathy: a multicenter randomized controlled trial in China. J Pediatr. 2010; Vol. 157 (3): 367-72. e1-3.
48. Simbruner G., Mittal R.A., Rohlmann F., Muche R. neo.nEURO. network Trial Participants. Systemic hypothermia after neonatal encephalopathy: outcomes of neo.nEURO.network RCT. Pediatrics. 2010; Vol. 126 (4): e771-8.
49. Jacobs S.E., Morley C.J., Inder T.E. et al. Infant Cooling Evaluation Collaboration. Whole-body hypothermia for term and near-term newborns with hypoxic-ischemic encephalopathy: a randomized controlled trial. Arch Pediatr Adolesc Med. 2011; Vol. 165 (8): 692-700.
50. Azzopardi D., Strohm B., Marlow N., Brocklehurst P. et al.; TOBY Study Group. Effects of hypothermia for perinatal asphyxia on childhood outcomes. N Engl J Med. 2014; Vol. 371 (2): 140-9.